第七节 实验动物的麻醉方法
多数实验动物不能顺从地接受各种实验处理，特别是一些精细的或可能引起疼痛的实验，或是手术等实验，为减少动物的挣扎和保持其安静，避免疼痛或动物躁动等因素对实验结果的干扰，使实验便于操作和顺利进行，常对实验动物采用必需的麻醉。动物麻醉的关键在于正确选择麻醉剂，麻醉方法主要是根据实验目的、动物的种类、体重和实验时间长短来进行选择。
一、常用的麻醉剂
动物实验中常用的麻醉剂分为3类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂等。
1.挥发性麻醉剂这类麻醉药包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉适用于各种动物的麻醉，其麻醉量和致死量差距较大，所以安全度大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后动物苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道黏膜液体分泌增多，通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息。此外，乙醚属易燃易爆品，故在乙醚吸入麻醉时必须有人照看，以防麻醉过深动物出现死亡，在用乙醚作麻醉剂时实验室必须禁止明火，以防出现燃烧或爆炸。
2.非挥发性麻醉剂这类麻醉剂种类较多，包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠等巴比妥类的衍生物，以及氨基甲酸乙酯和水合氯醛等。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象，但缺点是苏醒较慢。
3.中药麻醉剂动物实验时有时也用到像洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故其使用不普及，实验室应用较少。也有用中药冰片类或含冰片类制剂给动物做局部麻醉的。
另外，还有针灸麻醉。针灸麻醉有一定效果，但目前多进行镇痛机制或针灸作用机制时应用，一般实验应用较少。
二、麻醉方法
麻醉方法一般分为吸入、注入（静脉、肌肉、皮下、腹腔等）、口服、灌胃等。
（一）全身麻醉
1.吸入法吸入麻醉药常用乙醚，一般用开放性麻醉。较大动物可用麻醉口罩滴药法，如麻醉犬，应将犬嘴先绑好，以免麻醉初期动物兴奋咬人，然后按照犬的大小，选合适的麻醉口罩，内衬纱布，滴入乙醚。小动物如大鼠、小鼠，可将头部放入蘸有乙醚棉球的广口瓶内或干燥器内，4～6min麻醉后取出，即可进行操作，如实验过程较长，可在其鼻部放棉花或纱布，不时滴加乙醚维持，也可用乙醚先麻醉后用其他非挥发性麻醉药维持麻醉。乙醚使用简单，比较安全，可随时调节麻醉深度。麻醉深度一般多以角膜反射、呼吸深度和速度以及四肢和腹壁肌肉的紧张度为指标。当动物安静，呼吸平衡，血压正常，腹壁肌肉松弛，角膜反射迟钝，无缺氧表现，即可进行各项实验操作。在给药过程中要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小，如果发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。呼吸停止可进行人工呼吸（大鼠需通过胶管经鼻孔向肺内吹气），配以咖啡因、可拉明或洛贝林等苏醒剂，待恢复自动呼吸后再进行实验。乙醚的缺点是易引起上呼吸道分泌物增多，引起窒息，可先注射阿托品防止。此外，由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。
2.腹腔和静脉给药麻醉法非挥发性和中药麻醉剂均可用腹腔和静脉注射麻醉，是实验室最常采用的方法之一，此类麻醉时间较长，一般主要用于需麻醉2h以上的实验。一次给药便可保持较长时间的麻醉状态，很少引起气管分泌物的增多。麻醉过程比较平稳，但麻醉深度和使用剂量较难掌握和控制。一旦过量可引起血压下降和呼吸抑制，甚至导致死亡。
动物在麻醉期体温容易下降，长时间麻醉时要注意给动物保温。否则可导致部分麻醉较深的动物发生死亡。当静脉给药时，给药速度要缓慢，使用非挥发性麻醉剂时，动物苏醒较慢，应注意护理。麻醉药的种类很多，各有其优点，应根据对麻醉的要求、动物的特点和动物的耐受性有所侧重的选用。一般来说，犬的实验用硫喷妥钠静脉点滴或用戊巴比钠；猫常用氯醛糖或氯醛糖和乌拉坦合用；大鼠常用乙醚或戊巴比钠。慢性实验对动物常用乙醚吸入麻醉，阿托品做基础麻醉；急性动物实验对犬、大鼠和猫常用戊巴比妥钠麻醉；兔、蛙常用乌拉坦；小鼠常用硫喷妥钠或乌拉坦。有时品系、性别对麻醉有影响，如白色品系大白鼠对戊巴比妥钠的过量耐受不如有色品系；雌鼠不如雄鼠。
（二）局部麻醉
犬的局部麻醉可用0.5%～1%盐酸普鲁卡因注射。眼、鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。
三、麻醉注意事项
1.静脉注射麻醉药时应缓慢，同时观察肌肉紧张性，角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。静脉给药的浓度要适中，不易过高，以免麻醉过急出现动物死亡，但也不能过低。
2.麻醉动物应注意保温。麻醉期间，动物的体温调节功能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验结果的准确性。应给麻醉动物采取保温措施。保温的方法有实验台内装灯、电褥台灯照射等，也可采用（远）红外灯管辐照、电热器，空调等保温。无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。常用实验动物的正常体温，猫为（38.6±1.0）℃，兔为（38.4±1.0）℃，大鼠为（39.3±0.5）℃。
3.冬季，麻醉剂在静脉注射前应加热到动物体温水平。
4.麻醉过量应及时发现，尽早采取积极措施，如施行人工呼吸，给苏醒剂。注射强心药、咖啡因、肾上腺素（0.1%）、可拉明等，同时静脉注射5%温热的葡萄糖溶液。四、动物麻醉深度的判定
不管什么情况，过深的麻醉会导致动物死亡，过浅又不能获得满意的效果。要根据动物的呼吸、眼睛的表现等情况进行安全有效的麻醉。
第八节 实验动物的给药途径和方法
各种新合成化合物及各种新药和新制剂的研究，以及工业毒理、环境毒理、食品毒理的实验研究，各种基础医学研究中，为了观察药物、毒物、食品和新化合物的药效毒理以及疾病发生的病因、病机、病理研究，常要观察动物机体功能、代谢及形态变化，都需要对动物采用一定的形式给药。给药的途径和方法的选择主要是根据实验目的、实验条件及药品性质而定。常见的给药方法有灌胃、气管注入、皮下、肌内、静脉、腹腔注射、吸入给药、皮肤给药，有时根据实验的特殊要求亦可采用皮下或组织给药（埋藏）、滴眼、对离体细胞体外混药培养等。
一、注射给药
（一）皮下注射
皮下组织疏松的部位都可做皮下注射。大鼠、小鼠和豚鼠可取颈后肩胛间、腹部或腿内侧皮下注射；兔可取背部或耳根部皮下注射；犬及猫常在大腿外侧皮下注射；蛙可在脊背部淋巴腔注射。鸽通常在翼下部位注射。注射部位常规消毒后，左手提起皮肤，右手持针，针头水平刺入皮下即可注射，使注射部位隆起，注意勿将药液注入皮内。一般皮下注射采用5号半针头，不宜采用较大的针头，以免注入皮下的液体由针口溢出。
（二）皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱毛、消毒，然后用左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用卡介菌注射器连4号半细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入；或先将针头刺入皮下，然后使针头向上挑起直至看到透过真皮为止，如在皮内，肉眼可见到针头的方向。然后即可缓慢注射，皮肤表面应马上出现白色橘皮样隆起，此证明药液在皮内。
（三）肌内注射
肌内注射应选择肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部或大腿内侧或外侧，注射时垂直快速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。大、小鼠、豚鼠常选在大腿内侧肌内注射；兔可在颈椎或腰椎旁侧的肌内注射；猫、犬等大动物常在臀部肌内注射。一般肌内注射选用针头也较小。给小鼠、大鼠等小动物注射，多选用5号半针头。
（四）腹腔注射
用大小白鼠做实验时，以左手抓住动物，腹部向上，头稍向下倾斜，右手将注射针头于左（或右下腹部）刺入皮下，使针头向前推进0.5～1.0cm，再以45°角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。动物处于头低位可避免伤及内脏，另外腹腔进针速度不可过猛、过快，以免脏器无法避开针头。若实验动物为兔，进针部位多为下腹部的腹白线旁开1cm处。
（五）静脉注射
1.大鼠和小鼠鼠尾可见4条血管，上、左右两侧为静脉，下部为动脉。注射时，先将动物固定在鼠筒内或烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟，待血管扩张后或小鼠出现甩尾时取出小鼠尾部，擦干消毒，在末端1/3或1/4处针头与静脉平行（小于30°），缓慢进针，以左手拇指、食指将针头与鼠尾一起固定，试注入少许药液，如果注射部位皮肤不发白，并感觉进药阻力不大时，表示针头刺入静脉，否则应更换部位重扎，最好一次刺入成功，第二次再刺因药液外渗引起水肿及血管被刺伤后引起痉挛等常使再次静脉注射更难。注射速度一般为0.05～0.1ml/s，注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血，或拔出针头后随即以左手拇指按注射部位，以防止溶液及血液流出。一般注射量为0.05～0.1ml/10g。
也可用乙醇擦拭，电辐射灯管烤等方法使鼠尾部血管充血，血管扩张。
在尾末端1/4～1/3处皮薄易刺入，假如第一次穿针失败可逐渐向鼠尾根部上移进行再次穿刺。
静脉注射时一定要注意局部的环境温度，一般局部环境温度要在30℃左右或以上，静脉注射时较易注射，环境温度低可增加尾静脉注射时的困难。
小鼠尾静脉较易注射，大鼠尾部因表皮角质较厚较硬，易先用温水或乙醇使角质软化后再擦干进行静脉注射。静脉注射多为4号半针头。
2.兔耳缘的血管为静脉，耳中间的血管是动脉。注射部位去毛，热敷和消毒，待血管扩张后，以左手拇指与食指压住静脉耳根端，使静脉充盈将4号半针头平行刺入静脉，抽动针管，见有回血即可推注，注射完毕，拔出针头，用手或药棉压迫针眼片刻。
耳内缘静脉深不易固定，故一般不用或少用，外缘静脉浅易固定，常用。
3.豚鼠一般用前肢皮下静脉注射，后肢小隐静脉在上部比较明显。接近下部的静脉不明显，却比较固定，易于插入，而上部的静脉虽较明显，但容易动，不易刺入。也可将皮肤切开一小口，使胫前静脉露出而后注射，注射量不超过2ml。
也有利用耳壳静脉或雄豚鼠的阴茎静脉给药的。
4.猫将猫装入固定袋或固定笼，取出前肢，紧握肘关节上部或用橡皮带扎紧，使前肢皮下静脉充血，乙醇消毒，从前肢的末端将注射针刺入静脉，证实针在静脉内之后，放松握猫前肢关节上部的手或取下橡皮带，用右手缓缓注入药液。
亦可从后肢的静脉、颈静脉、舌下静脉注射。猫的皮肤硬，针尖必须锐利。
5.犬已麻醉的犬可选用股静脉给药。未麻醉的犬则可选用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉给药。注射前先将注射部位毛剪去，在静脉向心端处用橡皮带绑紧（或用手抓住）使血管充血。针向近心端刺入静脉。为保证药物确实注入静脉，应在注入药液之间回抽针栓，若有回血即可推注药液。
也可注射于颈部的静脉。助手抱住犬，术者用左手拇指压迫颈部的上1/3部位，使颈静脉充血，注射针刺入静脉，回血后缓缓注入药液。不熟练者，可先剪掉注射部位的毛，待看到清楚的静脉（充血）后才注射。
6.猴、鸽常在猴后肢的小隐静脉或股静脉进行注射。鸽可从翼下静脉注射。
7.蛙（或蟾蜍）将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后，仰卧固定于蛙板上，沿腹中线稍左剪开腹肌，可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行，将注射针头沿血管平行方向刺入即可。
8.猪在耳静脉、颈静脉注射。
（六）淋巴囊注射
蛙及蟾蜍皮下有数个淋巴囊，主要可注入颌下、胸、腹及大腿等淋巴囊内，由于其皮肤薄，缺乏弹性，如果用注射针刺入，抽针后药液易自注射处流出，因此，注射胸淋巴囊时，应从口角入口腔底部刺入肌层，再进入皮下，针尖在胸淋巴囊后，再进行注射。注射大腿淋巴囊时，针尖从下腿皮肤刺入，通过膝关节进入大腿淋巴囊。注射腹淋巴囊时，针尖从胸淋巴囊刺入，进入腹淋巴囊才注射，注射量为0.25～1ml/只。
（七）椎管内注射
剪去兔腰骶部的毛，消毒，然后把动物俯卧于实验台上，左手肘关节及左肋夹住动物头部及其身体使之固定，再用左手将其尾端向腹侧弯曲，使腰骶部凸出，以增大棘突间隙。注射器针头自第一骶骨前正中轻轻刺入，当刺到椎管时，有似刺透硬膜感觉，此时动物尾巴随针刺而动，或后肢跳动，则证明刺中。若刺不中时，不必拨出针头，以针尖不离脊柱中线将针头稍稍撤出一点，换方向再刺，当证实针确实在椎管内时，即可注射药液。一般一只家兔注射药量为0.5～1.0ml。
犬的椎管内注射也大致与兔相似，一般是由2个人协作进行。
（八）椎动脉注射
在兔剑突上6肋处自胸骨左缘向外做横切口4～5cm，分束切断胸大肌、胸小肌，找出锁骨下静脉双线结扎，于两线间剪断静脉，分离出锁骨下动脉，沿其走向分离乳动脉、椎动脉、颈深支、肌皮支。除椎动脉外，分别结扎锁骨下动脉分支的近心端。于椎动脉上方结扎锁骨下动脉远心端，在结扎前选择合适位置（靠近肌皮支处为宜）剪一小口，插一腰穿刺针直至椎动脉分支前，结扎、固定、给药。
犬和猫的椎动脉注射不必开胸。在颈下部切口找出左颈总动脉，向下追踪到锁骨下动脉。结扎其上覆盖的颈外静脉，在其向内转弯处向下分离，可见发自锁骨下动脉的右侧椎动脉向上经肌层进入体腔内，插管给药。
二、经口给药
（一）灌胃给药
在动物试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，可反复给药，溶液或混悬液均可灌服，操作也简便。尤其适用于小鼠、大鼠、家兔等动物。一般动物灌胃前应禁食4～8h。以免胃内容物太多增加注入物质的阻力和影响注入物的吸收速率。
1.小鼠和大鼠（豚鼠）一般使用1～5ml注射器和金属钝针头灌胃，针头可用18～24号腰穿针或用输血针磨去针尖。末端焊锡，用砂纸打磨成光滑椭圆形，也可用专用的鼠类灌胃器银头或用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细管作为导管。灌胃时将灌胃针头安在注射器上，吸入药液，左手抓住鼠背部及颈部皮肤，将动物固定，注意颈部皮肤不宜向后拉得太紧，以免勒住气管。将鼠的背部皮肤和尾巴固定在手腕大鱼际上，使小鼠头部和躯干伸直，并呈垂直体位。右手持注射器将针头由口腔而插入，避开牙齿（或由嘴角将针头插入），沿咽后壁徐徐插入食管下段，遇有阻力时，可轻轻上下滑动，不可强行插入，待小鼠吞咽时贲门肌肉松弛，一旦感觉阻力突然消失有落空感觉，轻抽注射器管芯，如无气泡抽出，即表明针头已进入胃内，如动物出现强烈挣扎，进针阻力很大或呼吸困难，可能是插入气管内，此时不可硬往里插，须立即退出针头重插。
一般灌胃针头插入长度小鼠为2.5～3.5cm，大鼠或豚鼠为3.5～5.5cm，常用的灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠为1～4ml，豚鼠为1～5ml。
2.兔、猫和猴一般采用开口器和小儿导管或导尿管。开口器是以2cm×2cm×10cm 的木片或竹片，呈纺锤形，于正中垂直开一6～8mm直径的圆孔制成。灌胃时，将动物固定于竖立体位，将开口器放于动物的上、下颌齿之间，两端露出口角处，用绳将它固定或用手固定。右手持导管由开口器的小圆孔，沿咽后慢慢进入食管插入胃中，为防止插入气管内，将导管外端插入盛水的小烧杯中，如随动物呼吸而有气泡冒出，表明送入气管应立即拔出插管；若不冒气泡，表明导管插入胃中，方可注入药液，注入完毕，以少量清水冲洗残留管内药液，再拨出导管，为了避免将药液误灌入气管和肺中，在经上述检查后在灌胃时先向后抽动灌胃器，看是否有气泡出现，并适当活动导尿管后再重复上法试验，准确插入胃中后再灌胃。
3.犬给犬灌胃时，灌胃管可用12号十二指肠管或导尿管代替。也可用内径0.3cm，长30cm软胶皮管。如用开口器，开口器可用木料制成长方形，长10～15cm，粗细应适合犬嘴，为2～3cm，中间钻一小孔，孔的直径为5～10mm，灌胃时将开口器放于动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将灌胃管经开口器的小圆孔插入。也可不用开口器，灌胃时用12号灌胃管，左手抓住犬嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内。不论是否用开口器，胃管插入后将另一端插入水中，如不出气泡，并且轻轻转动胃管后，注射器回抽也无气泡，表示确已进入胃内，即可灌入。
（二）经口其他形式给药
1.喂饲对于较大动物虽灌胃给药剂量准确，但费时、费力，特别长时间反复给药时，一次灌胃插错灌胃管，就有可能导致动物死亡或被呛住，出现肺部炎症。因此可考虑将药物混入饲料或饮水中。水不溶的药物可拌入饲料，溶于水的可溶入饮水中。但渗入饲料或饮水的药物应属不易挥发，不易破坏，不与食物起化学作用，没有特殊的气味等。虽此种给药方式简便易行，但存在最大问题是给药量不准，各个动物服药量差异较大。
2.经口滴入将动物保持相应的体位，用金属或硬塑料管接上注射器，也可用吸管、移液管等，将药物液体或混悬液滴入动物口腔，注意应送至咽部，让其自行吞咽，为了不使滴入的药液流出口外，可将药物配成淀粉糊剂，在滴入口腔之后，可给予动物较喜爱吃的食料，如兔给些青菜，猫和犬给些肉类食物等，使滴入的药物全部进入胃内。
3.经口吞咽将药物按照一定剂量，事先装在药用胶囊内，直接送至动物口腔，为避免胶囊被动物咬碎或吐出，应将胶囊直接送至咽部，便于吞入。此法多适用于较大动物如兔、猫、犬等。
三、吸入给药
吸入给药方法也常见到，常用的有动式吸入给药法和静式吸入给药法，主要是在染毒柜内吸入给药，有时亦可采用面罩吸入给药。根据实验目的，亦可采用动式和静式吸入染毒法的原理，进行生产现场或模拟吸入染毒试验。吸入给药也可采用气管注入法给药。如吸入乙醚麻醉动物，给动物定期吸入一定量的SO2或锯末烟雾等可造成慢性支气管炎动物模型等。
（一）动式吸入给药（染毒）法
动式吸入给药（染毒）是采用机械通风装置、连续不断地将新鲜空气和药物（毒物）送入染毒柜，并排出等量的污染气体，使染毒浓度相对稳定。染毒时间亦不受染毒柜的气积限制，可避免实验动物缺氧、二氧化碳积聚、温度增加等的影响。因此，动式吸入染毒适用于一次较长时间的染毒和反复染毒的慢性实验。但是应用此法需要有一套发生毒物、控制浓度和含毒空气的净化装置，实验用毒物的消耗量亦较大。可适用急性、亚急性和慢性实验。
所用设备包括染毒柜、毒物发生系统和机械通风系统3个部分。染毒柜为实验动物染毒时放置动物用；毒物发生系统包括雾化器、流量计等；机械通风系统包括马达、离心式鼓风机、过滤器等。
1.染毒柜的基本要求和结构染毒柜要一定的容积，以便安放足够动物数目。一般可取实验动物总体重（kg）乘50～100来计算，如采用40只大鼠做染毒，每鼠重250g，则总体重为10kg，再乘以50～100，染毒柜容积为0.5～1m3.
染毒柜材料与受试物应不起反应和易于清洗；要能观察动物中毒症状和便于放取动物，有进出气口、采样孔、有温度、湿度和压力测定装置；柜体要密闭，一般染毒柜为圆锥形，柜内温度在20～30℃，同一天内变动范围最好在3℃以内，湿度以50%～70%为易，柜内风速应在0.2m/s左右。
2.毒物发生系统挥发性液体的发毒方法有鼓泡法、混合法、喷雾法等。鼓泡法是让空气通入挥发性液体产生的气泡促进液体蒸发，并由空气携带一定量的蒸气，再送入染毒柜；混合法是将挥发性液体蒸气与空气混合并稀释到一定浓度进行染毒；喷雾法是用雾化器将液体雾化后喷入染毒柜；也可采用趋声雾化器对受试液体进行雾化。
一般柜内每小时换气3～10次，柜内CO2浓度不应超过0.5%。
3.染毒浓度的计算
挥发性液体染毒浓度（mg/m3）=（a×d）/V×1000
a为实验期间消耗毒物的总量（ml），d为毒物的密度，V为实验期间补充（或排出）的总风量（m3）。
气体染毒浓度（ppm）=L/V×1000
L为实验期间消耗毒气的总容量（升），V为实验期间补充（或排出）的总风量（m3）。
4.注意事项染毒柜内上下左右各点的浓度要均匀一致，误差不宜超过20%，应避免皮肤对毒物的吸收，对照组除不吸入毒物外，也应放在染毒柜内，其他条件与染毒组相同。
（二）静式吸入给药（染毒）法
本法是将实验动物放在某一气积的密闭容器内（染毒柜），加入一定量的毒物，造成一定浓度的含毒空气，在规定时间内观察实验动物的反应。
实验动物在呼吸时消耗氧，随着染毒时间的延长染毒柜内含氧量下降，二氧化碳浓度相应增加；时间过长，动物可出现缺氧和二氧化碳潴留的症状；在染毒过程中，动物皮毛、排泄物及染毒柜壁可吸附一定量的毒物，毒物的分解及动物经呼吸道吸收，柜内毒物可逐渐降低。这些因素对实验结果可带来一定影响。虽然本法存在这些缺点，但设备简单、操作方便、消耗毒物少，只要注意控制实验条件，仍有价值。染毒柜所需气积也可按实验动物总体重（kg）×100×染毒时间（小时）来估算。为减少实验动物缺氧和二氧化碳的影响，染毒柜内氧含量不应低于19.0%，二氧化碳含量不应超过1.7%。
几种实验动物所需气积，按每只动物每小时所需气积（L），小鼠3L，大鼠30L，家兔（2～3kg）250L，猴（3～4kg）300L。
1.染毒装置染毒柜与动式基本相同，也可用简易装置，一般要求10min内毒物蒸发（雾化）完毕，达到一定实验浓度，一般急性吸入染毒多采用2h。
2.染毒浓度的计算
染毒浓度按C=（a-d）/L×1000
C为染毒浓度（mg/L），a为加入毒物（ml），d为加入毒物的密度，L为染毒柜的容积（L）。
（三）面罩染毒法和吸入染尘法
观察毒物吸收、分布、转化规律可采用口鼻罩吸入染毒法，可根据染毒不同要求来选择发毒装置，如蒸气可用雾化器，粉尘采用扬尘器，气体可稀释后染毒。
粉尘状毒物可用发尘室内吸入或气管注入法。粉尘状毒物颗粒大小一般应控制在5μm 的以下，其中大多数应在2μm的以下。
（四）气管注入法
经气管注入毒物是观察毒物经呼吸道进入机体的方法之一。其优点是，方法简单易行，不需复杂设备；染毒剂量较准确；形成中毒或尘肺病理模型速度快；用毒物量少。其缺点为气管注入与自然吸入的毒作用可能有差异，不能发挥上呼吸道的自卫作用；操作易造成损伤，如操作不当可致动物窒息甚至死亡。故此法一般仅限于急性染毒实验，不宜用做慢性染毒或染尘。
气管注入法可采用经喉插入法、气管穿刺法、暴露气管穿刺法3种方法。大鼠、豚鼠多采用经喉插入法；兔气管较粗，多取气管穿刺；气管内注入的药液容量，大鼠和豚鼠不宜超过1.5ml，兔约为5ml，小鼠应少于0.2ml。
四、经皮给药
动物的皮肤在解剖上和功能上均与人的皮肤有较大差别，对毒物作用的反应与人的皮肤最相近似的是家兔、豚鼠及猪，因此常用这些动物做实验，有时也用大鼠涂皮及小鼠做浸尾实验。
家兔、豚鼠和大鼠经皮染毒，需要对染毒部位皮肤先行脱毛，脱毛的部位、面积视不同动物和实验要求而定。常用涂药面积大鼠和豚鼠为4～5cm，家兔为10～15cm2，小鼠为2～2.5cm2，去毛面积占体表面积的10%～15%。染毒部位一般为脊柱两侧的躯干中间部分皮肤，大鼠有时选用腹部。
五、其他途径给药
（一）滴鼻给药、口腔给药和滴耳给药
1.滴鼻给药一般用成年豚鼠或大白鼠，雌雄各半，体重200g左右，一般设2个剂量组，并设赋形剂（或空白）对照组，每组10只动物，若预试大剂量组不引起死亡时，也可只设一个高剂量组。接受试物临床用的剂型（或不同浓度）给动物滴入鼻中（滴鼻体积一般不超过02ml/kg，为确保完全进入鼻腔，滴鼻后用手将大鼠仰卧固定1min），至少接触4h（如受试物漏出，则在4h内平均分次给药），观察受试动物给药后24h全身状况及局部黏膜的变化，然后处死部分动物取出呼吸道黏膜组织观察，部分留存动物观察至第7天，再处死检查。若在实验观察中出现明显毒性变化时，则应在死亡或存活处死动物中观察主要内脏和呼吸道（鼻、喉、气管、支气管）黏膜的变化，并做病理组织学检查。一般应列表报告分组情况、剂量、用药次数、全身症状及局部刺激症状（如有哮喘、咳嗽、呕吐、窒息等症状出现，应报告发生时间及次数）。详细写明用药24h、48h及停药7天后鼻、喉、气管、支气管等呼吸道黏膜的病理解剖学变化，有死亡动物时应报告死亡时间、中毒症状及呼吸道和主要内脏的病理组织学变化。
2.口腔用药、滴耳剂可参照滴鼻剂给药。病理解剖学及病理组织学检查改为口腔、喉（或外耳道、鼓膜）及主要内脏。
（二）直肠和阴道给药
一般选用成年家兔或大鼠，家兔体重2.5kg左右，大鼠0.25kg左右，一般设2个剂量组，并设赋形剂（或空白）对照组，每组10只动物，若预试中高剂量组未出现动物死亡，也可设一个高剂量组，进行直肠（阴道）给药的毒性及刺激性观察。
受试物与动物直肠或阴道接触至少4h（如有漏出应在4h内平均分次给药），观察给受试物后至24、48h的全身状况及局部刺激反应。24、48h后处死部分动物，取直肠或阴道，观察黏膜有无充血、水肿等变化，并做病理组织学检查，与对照组比较。部分留存动物逐日观察并记录其全身状况、体重、呼吸、循环、中枢神经系统及四肢活动等变化。第7天处死动物检查直肠或阴道的变化。若在实验观察中动物出现中毒反应或死亡，则应在死亡或存活处死的动物中观察主要脏器，并做病理组织学检查。
一般应列表说明分组情况、剂量、动物数、观察期间动物的体重变化及全身症状，写出24h后及7天后局部组织的病理组织学检查报告。如有死亡或严重中毒，应报告发生的日期及主要脏器的病理组织学变化。
直肠给药时一般用导尿管或灌肠用的胶皮管，在胶皮管或导尿管头部涂液体石蜡，由助手使兔蹲卧于桌上，用左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插人家兔肛门内，深度7～9cm，橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。家兔阴道给药也可用此法，插入深度为2cm左右，但应注意无论直肠给药或阴道给药，体积不易过大，并应注意和防止药液流出，以免给药量不准。
（三）小脑延髓池给药
此种给药是在动物麻醉情况下进行的，而且常采用大动物如犬等。将犬麻醉后，使犬头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端磨钝），由此凹陷的正中线上，顺平行犬的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针头向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力。
（四）脑内给药
此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管，针尖露出2cm深的5号针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、犬等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物，注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。
（五）关节腔内给药
此种方法用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或乙醇消毒，然后用左手从下方和两旁将关节下后方倾斜刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到节腔中，针头进入关节腔时，通常可有好像刺破薄膜的感觉。表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液。
第九节 实验动物血液的采集方法
在动物实验中常需对生物样品如血液、胆汁进行检测或检查，故必须掌握实验动物生物样品的采集、分离和保存的操作技术。
一、实验动物血液的采集
各种实验动物的采血部位与方法，与动物种类、检测目的、实验方法以及所需血量有关。常用的采血部位有眼眶静脉丛采血、鼠尾静脉采血、断头采血、心脏采血、腋下静脉采血、颈静脉（动脉）采血、腹主动脉采血、股动脉采血、耳静脉采血、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧皮下静脉采血等。
采血时要注意采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25～28℃，冬季20～25℃为宜，采血用具和采血部位要消毒；若需抗凝血，应在注射器或试管内预先加入抗凝剂；所需采血量应控制在动物的最大安全采血量范围内。
二、常用实验动物的采血部位及方法
（一）大鼠和小鼠的采血方法
1.割尾采血需血量较少时采用此采血法。先将动物固定或麻醉，露出鼠尾，将鼠尾浸在45℃左右温水中数分钟或用乙醇涂擦鼠尾，使鼠尾血管充盈，然后擦干鼠尾，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖，小鼠1～2mm，大鼠3～5mm，让血液顺管壁流入试管或用血红蛋白吸管吸取，为采取较多的血，可由手自尾根部向尾尖按摩。采血结束时，伤口消毒，并压迫止血，也可用火烧灼（电器烧灼）止血或6%火棉胶涂敷止血。也可在尾部做一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液及止血方法同上。此种采血方法每鼠一般可采血10余次以上，小鼠每次可取血0.1ml左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。如方法合适，室温较高，小鼠也可取血0.5ml以上，大鼠可取血3ml以上。
2.刺鼠尾采血法大鼠取血量很少时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用乙醇消毒和擦拭，使鼠尾充血，用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拨出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3，如长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶后静脉丛取血左手抓鼠，固定好头部，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突，眶后静脉丛充血。右手持长为7～10cm的玻璃制采血管（毛细管内径1～1.5mm，毛细管段长约1cm，另端渐扩大成喇叭形）或连接7号针头的1ml注射器，使采血器与鼠面成45°的夹角，将针头刺入下眼睑与眼球之间，轻轻向眼底部方向移动，在此处旋转采血管以切开静脉丛。把采血管保持水平位，稍加吸引，即可取出血液。当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
小鼠、大鼠、豚鼠、家兔都可从眼眶后静脉丛取血，根据实验需要，可在数分钟后在同一穿刺孔重复取血，一般两眼轮换取血，小鼠每次可采血0.2～0.3ml，大鼠每次可采血0.5～1.0ml。
4.心脏采血该法适用于大鼠、豚鼠、兔。大鼠取血时将大鼠仰卧固定好，将心前区部位毛剪去，并用碘酒、乙醇消毒此处皮肤，在左侧第3～4肋间，用左手食指触摸心搏动处，右手取连接有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液自动进入注射器。也可由左手抓住大鼠，右手选择心搏最强处后直接将针刺入心腔。心脏取血时最好一次刺中心脏，否则反复刺心脏，会引起动物死亡。
也可开胸采血，先将动物麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液，小鼠可取0.5～0.6ml，大鼠可取0.8～1.2ml。
5.摘眼球采血先将动物用左手固定，头部稍向下倾斜，压迫颈（背）部，使眼球突出并充血，用弯头眼科止血钳（或镊子）迅速摘除眼球，并用镊子捅破眼球后包膜。眼眶内很快流出血液，将血滴入预先加有抗凝剂的试管中，直至要求的血量。一般可取动物体重的4%～5%血液量。如取血时眼部血液凝固，可再摘取对侧眼球，并挤压胸腔，促使血液流出。该取血方法为一次性取血，取血后动物大多死亡。
6.颈静脉或颈动脉采血将动物麻醉后背部固定，剪去一侧颈部外侧毛，解剖颈背，并分离暴露颈静脉或颈动脉，用注射针沿颈静脉或颈动脉平行方向刺入，抽取所需血量，此种方法小鼠可取血0.6ml左右，大鼠可取8ml左右。也可把颈静脉或颈动脉剪断，以注射器（不带针头）吸取流出来的血液，或用试管取血。
7.股静脉或股动脉采血将动物麻醉后腹面朝上固定，切开左或右腹股沟的皮肤，分离股静脉或股动脉，将注射针平行于血管刺入静脉或动脉内，徐徐抽动针栓，即可采血。也可不麻醉，先由另外一人固定动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈，右手用注射器刺入血管采血。一般小鼠可采血0.2～0.8ml，大鼠0.4～1.6ml。连续多次股静脉采血时，则取血部位要尽量选择离心端。
8.腹主动脉采血动物麻醉后仰卧固定，沿腹线皮肤切开腹腔，使腹主动脉暴露，用注射器吸出血液，也可用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀剪断动脉，使血液喷入盛血器皿中。
9.断头采血左手拇指和食指从背部较紧地握住鼠颈部皮肤，并将动物头部朝下，右手用剪刀猛剪鼠颈，剪断1/2～4/5的颈部，让血流入容器，小鼠可采血0.8～1.2ml，大鼠5～10ml。采血时应注意防止动物毛等杂物流入容器引起溶血。
（二）豚鼠的采血方法
1.耳缘剪口采血将耳消毒后，用锐器（刀或刀片）割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液或1%肝素溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入容器。此法采血0.5ml左右。采血后用消毒纱布压迫止血5～10s。
2.心脏采血豚鼠背位固定，先用左手触摸心脏搏动处，在心脏跳动最明显处穿刺，一般在胸骨左缘第4～6肋间隙。若注射针正确地刺入心脏，血液随心脏跳动进入注射器。心脏采血要快，以免血液在注射器内凝固。豚鼠也可以不固定，由另外一人握住前后肢进行采血。豚鼠采血时，一般应在麻醉下开胸直接从心脏采血。部分采血可取5～7ml，采全血15～20ml。
注意若认为针已进入心脏，但抽不出血时，可把针慢慢稍退出一点即可。如抽血失败要拔出针再扎。在胸腔内针尖不能左右摆动，以防损伤心、肺，引起死亡。
3.背中足静脉采血助手固定好动物，将其右或左后膝关节伸直提到术者面前。术者将动物脚背用75%乙醇消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿注射针刺入静脉。拔针后立即出血，出血呈半球状隆起，可用吸管或白细胞吸管吸血供实验用。采血完毕，用纱布或脱脂棉压迫止血。反复采血时，两后肢应交替使用。
4.股动脉采血将动物仰卧位固定于手术台上，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切开长2～3cm的皮肤，使股动脉暴露并分离。然后用镊子提起股动脉，远心端结扎，近心端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，松开止血钳，血液即由导管口流出，一次可采血10～20ml。
此外，还可用眼眶静脉丛采血，颈静脉采血等，方法参照大小鼠采血法。
（三）家兔的采血方法
1.心脏采血家兔仰卧固定，用左手触摸心脏搏动处，选择心跳动最明显处做穿刺。穿刺部位是第3肋间隙，胸骨右缘3mm处，每次取血不超过20～25ml，应用此法可进行心腔内注射和取血，一般经6～7天后，可以重复进行心脏穿刺术。
2.耳缘静脉采血将动物固定后，露出两耳，选静脉清晰的耳朵去毛，常规消毒，压迫耳根部，使静脉怒张或白炽灯稍烤片刻，即可用针头穿刺静脉采血。一次采血5ml左右。
如取少量血液做一般常规检查时，可待耳缘静脉充血后，在靠近耳中央部血管，用5号半针头刺破血管，即从刺破口流出血液。
3.兔耳中央动脉采血将兔置于兔固定盒内，在兔耳的中央有一条较粗，颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血后用药棉压迫止血。此法一次抽血可达15ml。取血用的针头一般用6号针头，不易太细，针刺部位应从中央动脉末端开始，不要在近耳部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管导致皮下出血。兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛收缩前，立即进行抽血。
4.后肢胫部皮下静脉采血将兔仰卧固定后（或由一人将兔固定好），拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管后，在胫部外侧浅表皮下可清楚见到皮下静脉。用左手两指固定好静脉，右手取带有5号半针头的注射器由皮下静脉平行方向刺入血管，抽动针栓如血进入注射器，即可取血。一次可取2～5ml。取血后用棉球压迫取血部位止血，时间一般0.5～1min。如止血不妥，可造成皮下血肿，影响连续多次取血。
5.股静脉、颈静脉采血动物麻醉仰卧固定后做股静脉或颈静脉暴露分离手术。股静脉采血时，注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，抽动针栓即可采血。外颈静脉采血时，注射器由近心端（距静脉分支2～3cm处）向头侧端顺血管平行方向刺入，使注射针一直穿刺至主颈静脉分支分叉处，即可采血，此处血管较粗，取血量较多，一般一次可取10ml以上。采血完毕后，应用干纱布轻轻压迫采血部位以止血。
（四）犬和猫的采血方法
1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧皮下头静脉采血此种采血方法最为常用。后肢外侧小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧浅表的皮下。采血时将犬固定在犬架上或使犬侧卧，由助手将犬固定，将抽血部位毛剪去，碘酒、乙醇消毒，采血者用左手拇指和食指握紧剪毛区上部，使下肢静脉充盈，右手用连有6号或7号针头的消毒注射器迅速穿刺入静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血（以无气泡为宜）。也可将胶皮带绑在犬股部或由助手握紧股部，即可。若仅需少量血液，只需用针头直接刺入静脉，待血从针孔自然滴出，放入盛器或做涂片。
采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法同上。一只犬一般一次可采10～20ml血。
2.耳缘静脉采血本法适用于取少量血的实验。训练过的犬一般不必绑嘴，剪去耳尖部短毛，即可见耳缘静脉，用75%乙醇局部消毒后，用手指轻轻摩擦耳部，使静脉扩张，用连有5号半针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管，待血液漏出采血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉采血，采血后用棉球压迫止血。
3.颈静脉采血犬不需麻醉，经训练的犬不需固定，未经训练的犬应固定，取侧卧位，剪去颈部毛约10cm×3cm范围，碘酒、乙醇消毒皮肤，将犬颈部拉直，头尽量后仰，左手拇指压住静脉注入胸部位的皮肤，使颈静脉怒张，右手取连有6号半针头的注射器，针头沿血管平行方向向近心端刺入血管。左手固定针头，此法一次可取较多的血。但此静脉在皮下易滑动，针头刺入时要准确，针后用手固定。对易怒的犬取血时尚需对犬进行麻醉。
4.股动脉采血此法是犬动脉采血常用方法。对训练的犬，在清醒状态下将犬卧位固定于犬解剖台上，伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪去毛，碘酒、乙醇消毒；左手中指，食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有6号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直刺入血管，如未见血，可轻微转动针头或上下轻微移动针头，血可自动进入针管。如刺入静脉，必须抽出重新穿刺，抽血后，迅速拔出针头。用干消毒棉球压迫局部2～3min以止血。
5.心脏采血犬麻醉后固定在手术台上，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，将左侧第3～5肋间的毛剪去，碘酒、乙醇消毒皮肤，采血者用左手触摸左侧3～5肋间处，选心跳最明显处进针，一般在胸骨左缘外1cm第4肋间处，取连有6号半针头（或7号针头）的注射器，向动物背侧方向垂直刺入心脏，采血者可随针接触心跳的感觉，随时调整刺入的方向和深度，摆动的角度应尽量小，避免损伤心肌过重，或造成胸腔大出血。当针头正确刺入心脏时，血可自动进入注射器，此法可抽取多量的血液。
猫的采血方法与犬基本一致。常用的方法有前肢皮下头静脉、后肢股静脉、耳缘静脉采血，需较大量血样时可从颈静脉或心脏取血，方法同前。
（五）猴的采血方法
猴的采血方法与人相似，常用以下几种方法。
1.毛细血管采血经局部消毒后，刺破猴拇指或足跟等处来采血，此法采血量较少。
2.静脉采血取血量较大时采用静脉采血，最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。外颈静脉采血时，把猴固定于猴台上，侧卧，头部略低于台面，助手固定猴的头部与肩部，先剪去颈部毛，碘酒、乙醇消毒后，用左手拇指按住位于上颌角与锁骨中点之间怒张的外颈静脉，右手持连6号半针头的注射器用人静脉采血方法采血。采血后用药消毒棉球压迫局部止血。
也可在肘窝、腕骨、手背及足背选静脉采血，但这些部位静脉较细、易滑动，穿刺难，血流较慢，取血稍困难。后肢皮下静脉的采血与犬相似。
3.动脉采血股动脉可用手触及。取血量多时常被优先选用，采血方法同犬股动脉采血法。肱动脉与桡动脉也可采用。
（六）羊的采血方法
最常用的方法为颈静脉采血法。将羊蹄捆缚，按倒在地，助手用双手握住羊下颌，向上固定头部，在颈部一侧外缘剪毛约4cm×4cm，碘酒、乙醇消毒后，用左手拇指按压颈静脉，使之怒张，右手取连有粗针头的注射器沿静脉一侧以30°倾斜由头端向心方向刺入血管，然后缓慢抽血至所需量，取血后拔出针头，采血部位以乙醇棉球压迫片刻，同时迅速将血液注入盛有玻璃珠的灭菌三角烧瓶内，振荡数分钟，脱去纤维蛋白，防止凝血，或将血液直接注入装有抗凝剂的三角烧瓶内。一般一次取血量可达50～100ml。此外，也可采用前、后肢皮下静脉采血。
（七）鸡、鸽、鸭的采血方法
1.翼根静脉采血鸡、鸭、鸽的常用采血法是从其翼根静脉取血，采血时将动物翅膀展开，露出腋窝，将羽毛拔去，可见到由翼根进入腋窝的一条较粗静脉，碘酒、乙醇消毒皮肤，然后左手拇指、食指压迫此静脉向心端，血管即怒张，右手取连有5号半针头的注射器，针头由翼根向翅膀方向沿静脉平行刺入血管，即可抽血，一般可取10～20ml血液。
2.颈静脉采血常用右侧颈静脉取血，因右侧颈静脉较左侧粗，以食指和中指按住动物头的一侧，乙醇消毒右侧静脉部位，以拇指压颈跟部以使静脉充血，右手持注射器刺入静脉采血。也可用刀片划破颈静脉直接采血。
3.其他采血法在爪根与爪中所见血管尖端之间切断血管，常以吸管或毛细管直接采血。亦可将注射针刺入心脏内采血。
